Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com.Używasz wersji przeglądarki z ograniczoną obsługą CSS.Aby uzyskać najlepszą jakość, zalecamy użycie zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w przeglądarce Internet Explorer).Dodatkowo, aby zapewnić bieżące wsparcie, pokazujemy witrynę bez stylów i JavaScript.
Wyświetla karuzelę z trzema slajdami jednocześnie.Użyj przycisków Poprzedni i Następny, aby przejść przez trzy slajdy jednocześnie, lub użyj przycisków suwaka na końcu, aby przejść przez trzy slajdy jednocześnie.
Korozja mikrobiologiczna (MIC) jest poważnym problemem w wielu gałęziach przemysłu, ponieważ może prowadzić do ogromnych strat ekonomicznych.Stal nierdzewna Super Duplex 2707 (2707 HDSS) jest stosowana w środowiskach morskich ze względu na jej doskonałą odporność chemiczną.Jednakże jego odporność na MIC nie została wykazana eksperymentalnie.W badaniu tym zbadano zachowanie MIC 2707 HDSS wywołane przez morską bakterię tlenową Pseudomonas aeruginosa.Analiza elektrochemiczna wykazała, że w obecności biofilmu Pseudomonas aeruginosa w podłożu 2216E potencjał korozyjny zmienił się dodatnio, a gęstość prądu korozyjnego wzrosła.Wyniki analizy rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów (XPS) wykazały spadek zawartości Cr na powierzchni próbki pod biofilmem.Analiza obrazów jamek wykazała, że biofilmy Pseudomonas aeruginosa wytworzyły maksymalną głębokość jamek wynoszącą 0,69 µm po 14 dniach hodowli.Chociaż jest to niewielka liczba, sugeruje, że HDSS 2707 nie są całkowicie odporne na wpływ biofilmów P. aeruginosa na MIC.
Stal nierdzewna duplex (DSS) jest szeroko stosowana w różnych gałęziach przemysłu ze względu na doskonałe połączenie doskonałych właściwości mechanicznych i odporności na korozję1,2.Jednakże miejscowe wżery mogą nadal występować, co może mieć wpływ na integralność tej stali 3, 4.DSS nie jest chroniony przed korozją mikrobiologiczną (MIC)5,6.Chociaż zakres zastosowań DSS jest bardzo szeroki, nadal istnieją środowiska, w których odporność na korozję DSS nie jest wystarczająca do długotrwałego użytkowania.Oznacza to, że wymagane są droższe materiały o wyższej odporności na korozję.Jeon i in.7 odkryli, że nawet stal nierdzewna super duplex (SDSS) ma pewne ograniczenia w zakresie odporności na korozję.Dlatego istnieje zapotrzebowanie na stale nierdzewne super duplex (HDSS) o wyższej odporności na korozję w niektórych zastosowaniach.Doprowadziło to do opracowania wysokostopowego HDSS.
Odporność korozyjną DSS określa się na podstawie stosunku fazy α do fazy γ oraz obszarów zubożonych w Cr, Mo i W sąsiadujących z fazami wtórnymi8,9,10.HDSS zawiera wysoką zawartość Cr, Mo i N11, co zapewnia mu doskonałą odporność na korozję i wysoką wartość (45-50) równoważną wartość odporności na wżery (PREN), która jest zdefiniowana jako% wag. Cr + 3,3 (% wag. Mo + 0,5% wag.) + 16% wag.N12.Jego doskonała odporność na korozję zależy od zrównoważonego składu zawierającego około 50% fazy ferrytycznej (α) i 50% austenitycznej (γ).HDSS ma ulepszone właściwości mechaniczne i wyższą odporność na chlor w porównaniu do konwencjonalnego DSS13.Charakterystyka korozji chemicznej.Poprawiona odporność na korozję rozszerza zastosowanie HDSS w bardziej agresywnych środowiskach chlorkowych, takich jak środowiska morskie.
MIC stanowi istotny problem w wielu gałęziach przemysłu, m.in. w przemyśle naftowo-gazowym i wodociągowym14.MIC odpowiada za 20% wszystkich uszkodzeń korozyjnych15.MIC to korozja bioelektrochemiczna, którą można zaobserwować w wielu środowiskach16.Tworzenie się biofilmów na powierzchniach metali zmienia warunki elektrochemiczne, a tym samym wpływa na proces korozji.Powszechnie przyjmuje się, że korozja MIC jest powodowana przez biofilmy14.Mikroorganizmy elektrogenne zjadają metale, aby uzyskać energię niezbędną do przeżycia17.Niedawne badania MIC wykazały, że EET (zewnątrzkomórkowy transfer elektronów) jest czynnikiem ograniczającym MIC indukowany przez mikroorganizmy elektrogenne.Zhang i wsp.18 wykazali, że mediatory elektronowe przyspieszają transfer elektronów pomiędzy komórkami siedzącymi Desulfovibrio vulgaris a stalą nierdzewną 304, co skutkuje poważniejszym atakiem MIC.Anning i in.19 oraz Wenzlaff i in.20 wykazały, że biofilmy żrących bakterii redukujących siarczany (SRB) mogą absorbować elektrony bezpośrednio z metalowych podłoży, powodując poważne wżery.
Wiadomo, że DSS jest wrażliwy na MIC w pożywkach zawierających SRB, bakterie redukujące żelazo (IRB) itp. 21 .Bakterie te powodują miejscowe wżery na powierzchni DSS pod biofilmem22,23.W przeciwieństwie do DSS niewiele wiadomo na temat MIC HDSS24.
Pseudomonas aeruginosa jest Gram-ujemną, ruchliwą bakterią w kształcie pałeczki, szeroko rozpowszechnioną w przyrodzie25.Pseudomonas aeruginosa jest także główną mikroflorą odpowiedzialną za MIC stali w środowisku morskim26.Gatunki Pseudomonas biorą bezpośredni udział w procesach korozji i są uznawane za pierwszych kolonizatorów podczas tworzenia biofilmu27.Mahat i in.28 oraz Yuan i in.29 wykazały, że Pseudomonas aeruginosa ma tendencję do zwiększania szybkości korozji stali miękkiej i stopów w środowiskach wodnych.
Głównym celem pracy jest zbadanie właściwości MIC 2707 HDSS wywołanego przez morską bakterię tlenową Pseudomonas aeruginosa z wykorzystaniem metod elektrochemicznych, metod analizy powierzchni oraz analizy produktów korozji.Aby zbadać zachowanie MIC 2707 HDSS, przeprowadzono badania elektrochemiczne, w tym potencjał obwodu otwartego (OCP), rezystancję polaryzacji liniowej (LPR), elektrochemiczną spektroskopię impedancyjną (EIS) i polaryzację potencjału dynamicznego.Analizę spektroskopii dyspersyjnej energii (EDS) przeprowadza się w celu wykrycia pierwiastków chemicznych na skorodowanych powierzchniach.Dodatkowo określono stabilność pasywacji warstwy tlenkowej pod wpływem środowiska morskiego zawierającego Pseudomonas aeruginosa metodą rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów (XPS).Głębokość jamek mierzono pod konfokalnym laserowym mikroskopem skaningowym (CLSM).
Tabela 1 przedstawia skład chemiczny 2707 HDSS.Tabela 2 pokazuje, że 2707 HDSS ma doskonałe właściwości mechaniczne przy granicy plastyczności 650 MPa.Na ryc.1 przedstawia mikrostrukturę optyczną 2707 HDSS poddanego obróbce cieplnej.Wydłużone pasma faz austenitycznych i ferrytycznych bez faz wtórnych można zobaczyć w mikrostrukturze zawierającej około 50% fazy austenitycznej i 50% ferrytycznej.
Na ryc.2a przedstawia potencjał obwodu otwartego (Eocp) w funkcji czasu ekspozycji dla 2707 HDSS w pożywce abiotycznej 2216E i bulionie Pseudomonas aeruginosa przez 14 dni w temperaturze 37°C.Stwierdzono, że najbardziej wyraźne zmiany w Eocp wystąpiły w ciągu pierwszych 24 godzin.Wartości Eocp w obu przypadkach osiągnęły szczyt przy około -145 mV (w porównaniu z SCE) po około 16 godzinach, a następnie gwałtownie spadły do -477 mV (w porównaniu z SCE) i -236 mV (w porównaniu z SCE) dla próbek niebiologicznych i P dla względnych SCE) odpowiednio liście patyny.Po 24 godzinach wartość Eocp dla Pseudomonas aeruginosa 2707 HDSS pozostała stosunkowo stabilna na poziomie -228 mV (w porównaniu do SCE), podczas gdy odpowiadająca wartość dla próbki niebiologicznej wynosiła około -442 mV (w porównaniu do SCE).Eocp w obecności Pseudomonas aeruginosa był dość niski.
Badanie elektrochemiczne 2707 próbek HDSS w pożywkach abiotycznych i bulionie Pseudomonas aeruginosa w temperaturze 37°C:
(a) Zmiana Eocp w zależności od czasu ekspozycji, (b) krzywa polaryzacji w 14 dniu, (c) zmiana Rp w zależności od czasu ekspozycji, (d) zmiana korr w zależności od czasu ekspozycji.
Tabela 3 przedstawia parametry korozji elektrochemicznej 2707 próbek HDSS wystawionych na działanie pożywek abiotycznych i inokulowanych P. aeruginosa w ciągu 14 dni.Styczna ekstrapolacja krzywych anodowych i katodowych do punktu przecięcia pozwoliła na wyznaczenie gęstości prądu korozyjnego (icorr), potencjału korozyjnego (Ecorr) i nachylenia Tafela (βα i βc) zgodnie ze standardowymi metodami30,31.
Jak pokazano na ryc. 2b, przesunięcie w górę krzywej P. aeruginosa spowodowało wzrost Ecorr w porównaniu z krzywą abiotyczną.Wartość icorr próbki zawierającej Pseudomonas aeruginosa, proporcjonalna do szybkości korozji, wzrosła do 0,328 µA cm-2, czyli czterokrotnie więcej niż dla próbki niebiologicznej (0,087 µA cm-2).
LPR to klasyczna metoda elektrochemiczna służąca do nieniszczącej, ekspresowej analizy korozji.Wykorzystano go również do badania MIC32.Na ryc.2c przedstawia zmianę rezystancji polaryzacji (Rp) w zależności od czasu ekspozycji.Wyższa wartość Rp oznacza mniejszą korozję.W ciągu pierwszych 24 godzin wartość szczytowa Rp 2707 HDSS wynosiła 1955 kΩ cm2 dla próbek niebiologicznych i 1429 kΩ cm2 dla próbek Pseudomonas aeruginosa.Rycina 2c pokazuje również, że wartość Rp gwałtownie spadła po jednym dniu, a następnie pozostała stosunkowo niezmieniona przez następne 13 dni.Wartość Rp dla próbki testowej Pseudomonas aeruginosa wynosi około 40 kΩ cm2, czyli jest znacznie niższa niż wartość 450 kΩ cm2 dla próbki niebiologicznej.
Wartość icorr jest proporcjonalna do równomiernej szybkości korozji.Jego wartość można obliczyć z następującego równania Sterna-Giriego:
Według Zoe i in.33 w tej pracy za typową wartość 26 mV/dec przyjęto nachylenie Tafela B.Na ryc.2d pokazuje, że icorr abiotycznego szczepu 2707 pozostał względnie stabilny, podczas gdy icorr prążka Pseudomonas aeruginosa podlegał silnym wahaniom z dużym skokiem po pierwszych 24 godzinach.Wartość icorr próbki testowej Pseudomonas aeruginosa była o rząd wielkości wyższa niż kontrola niebiologiczna.Tendencja ta jest zgodna z wynikami badań odporności na polaryzację.
EIS to kolejna nieniszcząca metoda stosowana do charakteryzowania reakcji elektrochemicznych na granicy faz korozji34.Widma impedancji i obliczenia pojemności pasków wystawionych na działanie mediów abiotycznych i roztworów Pseudomonas aeruginosa, Rb to rezystancja warstwy pasywnej/biofilmu utworzonej na powierzchni paska, Rct to rezystancja przenoszenia ładunku, Cdl to elektryczna warstwa podwójna.) i parametry elementu stałofazowego (CPE) QCPE.Parametry te poddano dalszej analizie poprzez porównanie danych z modelem równoważnego obwodu elektrycznego (EEC).
Na ryc.3 przedstawia typowe wykresy Nyquista (aib) i wykresy Bodego (a' i b') 2707 próbek HDSS w pożywce abiotycznej i bulionie Pseudomonas aeruginosa przy różnych czasach inkubacji.W obecności Pseudomonas aeruginosa średnica pętli Nyquista maleje.Wykres Bodego (ryc. 3b') pokazuje wzrost całkowitej impedancji.Informacje o stałej czasu relaksacji można uzyskać z maksimów fazowych.Na ryc.4 pokazuje struktury fizyczne i odpowiadające im EEC w oparciu o jednowarstwową (a) i dwuwarstwową (b).CPE zostaje wprowadzone do modelu EEC.Jego dopuszczalność i impedancja są wyrażone w następujący sposób:
Dwa modele fizyczne i odpowiadające im obwody równoważne do dopasowania widma impedancji kuponowej HDSS 2707:
Gdzie Y0 to wielkość CPE, j to liczba urojona lub (-1)1/2, ω to częstotliwość kątowa, a n to współczynnik mocy CPE mniejszy niż jeden35.Inwersja rezystancji przenoszenia ładunku (tj. 1/Rct) odpowiada szybkości korozji.Niższa wartość Rct oznacza większą szybkość korozji27.Po 14 dniach inkubacji Rct próbki testowej Pseudomonas aeruginosa osiągnęło wartość 32 kΩ cm2, czyli znacznie mniej niż 489 kΩ cm2 niebiologicznej próbki testowej (Tabela 4).
Obrazy CLSM i obrazy SEM na ryc.5 wyraźnie pokazują, że pokrycie biofilmem na powierzchni próbki HDSS 2707 było bardzo gęste po 7 dniach.Jednakże po 14 dniach powłoka biofilmu stała się rzadka i pojawiło się kilka martwych komórek.Tabela 5 przedstawia grubość biofilmu w 2707 próbkach HDSS po 7 i 14 dniach ekspozycji na Pseudomonas aeruginosa.Maksymalna grubość biofilmu zmieniła się z 23,4 µm po 7 dniach do 18,9 µm po 14 dniach.Średnia grubość biofilmu również potwierdziła tę tendencję.Zmniejszyła się z 22,2 ± 0,7 µm po 7 dniach do 17,8 ± 1,0 µm po 14 dniach.
(a) obraz 3-D CLSM po 7 dniach, (b) obraz 3-D CLSM po 14 dniach, (c) obraz SEM po 7 dniach i (d) obraz SEM po 14 dniach.
Pole elektromagnetyczne ujawniło pierwiastki chemiczne w biofilmie i produktach korozji w próbkach narażonych na działanie Pseudomonas aeruginosa przez 14 dni.Na ryc.Rysunek 6 pokazuje, że zawartość C, N, O, P w biofilmie i produktach korozji jest znacznie wyższa niż w czystym metalu, gdyż pierwiastki te są związane z biofilmem i jego metabolitami.Mikroorganizmy wymagają jedynie śladowych ilości Cr i Fe.Wysoka zawartość Cr i Fe w biofilmie oraz produkty korozji na powierzchni próbki wskazują na utratę pierwiastków w osnowie metalu w wyniku korozji.
Po 14 dniach w pożywce 2216E zaobserwowano pestki z P. aeruginosa i bez.Przed inkubacją powierzchnia próbek była gładka i pozbawiona wad (ryc. 7a).Po inkubacji i usunięciu biofilmu oraz produktów korozji zbadano najgłębsze wgłębienia na powierzchni próbki metodą CLSM, jak pokazano na rys. 7b i c.Na powierzchni kontroli niebiologicznej nie stwierdzono wyraźnych wżerów (maksymalna głębokość wżerów 0,02 µm).Maksymalna głębokość pestki spowodowana przez Pseudomonas aeruginosa wyniosła 0,52 µm po 7 dniach i 0,69 µm po 14 dniach, w oparciu o średnią maksymalną głębokość jamki z 3 próbek (dla każdej próbki wybrano 10 maksymalnych głębokości jamek) i osiągnęła 0,42 ± 0,12 µm .i odpowiednio 0,52 ± 0,15 µm (tabela 5).Te wartości głębokości wgłębień są małe, ale ważne.
a) przed ekspozycją;b) 14 dni w środowisku abiotycznym;(c) 14 dni w bulionie P. aeruginosa.
Na ryc.Tabela 8 przedstawia widma XPS różnych powierzchni próbek, a chemię analizowaną dla każdej powierzchni podsumowano w Tabeli 6. W Tabeli 6 procenty atomowe Fe i Cr były znacznie niższe w obecności P. aeruginosa (próbki A i B ) niż w niebiologicznych paskach kontrolnych.(próbki C i D).W przypadku próbki Pseudomonas aeruginosa krzywą widmową poziomu rdzenia Cr 2p dopasowano do czterech składowych pików o energiach wiązania (BE) 574,4, 576,6, 578,3 i 586,8 eV, które przypisano Cr, Cr2O3, CrO3 i Cr(OH) 3, odpowiednio (ryc. 9a i b).W przypadku próbek niebiologicznych widma poziomu rdzeniowego Cr 2p na ryc.Fig. 9c i d zawierają dwa główne piki, odpowiednio Cr (BE 573,80 eV) i Cr2O3 (BE 575,90 eV).Najbardziej uderzającą różnicą pomiędzy kuponem abiotycznym a kuponem P. aeruginosa była obecność Cr6+ i stosunkowo dużej frakcji Cr(OH)3 (BE 586,8 eV) pod biofilmem.
Szerokopowierzchniowe widma XPS 2707 próbek HDSS w dwóch podłożach odpowiednio przez 7 i 14 dni.
(a) 7-dniowe narażenie na P. aeruginosa, (b) 14-dniowe narażenie na P. aeruginosa, (c) 7-dniowe narażenie abiotyczne, (d) 14-dniowe narażenie abiotyczne.
HDSS wykazuje wysoki poziom odporności na korozję w większości środowisk.Kim i wsp.2 podali, że HDSS UNS S32707 został zidentyfikowany jako wysoce domieszkowany DSS z PREN większym niż 45. Wartość PREN próbki HDSS 2707 w tej pracy wyniosła 49. Jest to spowodowane wysoką zawartością Cr i wysokim poziomem Mo i Ni, które są przydatne w środowiskach kwaśnych i środowiskach o dużej zawartości chlorków.Ponadto dobrze zbilansowany skład i pozbawiona defektów mikrostruktura zapewniają stabilność strukturalną i odporność na korozję.Pomimo doskonałej odporności chemicznej dane eksperymentalne zawarte w tej pracy pokazują, że 2707 HDSS nie jest całkowicie odporny na wartości MIC biofilmu Pseudomonas aeruginosa.
Wyniki elektrochemiczne wykazały, że szybkość korozji 2707 HDSS w bulionie Pseudomonas aeruginosa znacznie wzrosła po 14 dniach w porównaniu ze środowiskiem niebiologicznym.Na rycinie 2a zaobserwowano spadek Eocp zarówno w pożywce abiotycznej, jak i w bulionie P. aeruginosa w ciągu pierwszych 24 godzin.Następnie biofilm kończy pokrywać powierzchnię próbki, a Eocp staje się stosunkowo stabilny.Jednakże biotyczny poziom Eocp był znacznie wyższy niż abiotyczny poziom Eocp.Istnieją powody, aby sądzić, że różnica ta jest związana z tworzeniem się biofilmów P. aeruginosa.Na ryc.2g, wartość icorr 2707 HDSS osiągnęła 0,627 µA cm-2 w obecności Pseudomonas aeruginosa, co jest o rząd wielkości wyższe niż w przypadku kontroli niebiologicznej (0,063 µA cm-2), co jest zgodne z Rct wartość zmierzona przez EIS.W ciągu pierwszych kilku dni wartości impedancji w bulionie P. aeruginosa wzrosły w wyniku przyłączania się komórek P. aeruginosa i tworzenia się biofilmu.Jednakże impedancja maleje, gdy biofilm całkowicie pokrywa powierzchnię próbki.Warstwa ochronna jest atakowana przede wszystkim w wyniku tworzenia się biofilmu i jego metabolitów.Dlatego odporność na korozję zmniejsza się z czasem, a osady Pseudomonas aeruginosa powodują miejscową korozję.Trendy w środowiskach abiotycznych są odmienne.Odporność korozyjna kontroli niebiologicznej była znacznie wyższa niż odpowiadająca jej wartość próbek poddanych działaniu bulionu Pseudomonas aeruginosa.Dodatkowo dla próbek abiotycznych wartość Rct 2707 HDSS osiągnęła 489 kΩ cm2 w 14 dniu, czyli 15 razy więcej niż w obecności Pseudomonas aeruginosa (32 kΩ cm2).Zatem 2707 HDSS ma doskonałą odporność na korozję w sterylnym środowisku, ale nie jest chroniony przed atakiem MIC przez biofilm Pseudomonas aeruginosa.
Wyniki te można również zaobserwować na podstawie krzywych polaryzacji na ryc.2b.Rozgałęzienia anodowe są powiązane z tworzeniem biofilmu Pseudomonas aeruginosa i reakcjami utleniania metali.Jednocześnie reakcja katodowa polega na redukcji tlenu.Obecność P. aeruginosa znacząco zwiększyła gęstość prądu korozyjnego, która była o rząd wielkości większa niż w kontroli abiotycznej.Wskazywało to, że biofilm Pseudomonas aeruginosa wzmagał miejscową korozję 2707 HDSS.Yuan i wsp.29 odkryli, że biofilm Pseudomonas aeruginosa zwiększa gęstość prądu korozyjnego stopu Cu-Ni 70/30.Może to wynikać z biokatalizy redukcji tlenu przez biofilm Pseudomonas aeruginosa.Ta obserwacja może również wyjaśniać MIC 2707 HDSS w tej pracy.Biofilmy tlenowe mogą również zmniejszać zawartość tlenu pod nimi.Zatem odmowa ponownej pasywacji powierzchni metalu tlenem może być czynnikiem przyczyniającym się do MIC w tej pracy.
Dickinsona i in.38 sugerują, że szybkość reakcji chemicznych i elektrochemicznych zależy bezpośrednio od aktywności metabolicznej bakterii przyczepionych do powierzchni próbki oraz od charakteru produktów korozji.Jak pokazano na Rycinie 5 i Tabeli 5, liczba komórek i grubość biofilmu zmniejszyły się po 14 dniach.Można to rozsądnie wytłumaczyć faktem, że po 14 dniach większość zakotwiczonych komórek na powierzchni 2707 HDSS zmarła z powodu wyczerpania się składników odżywczych w pożywce 2216E lub uwolnienia toksycznych jonów metali z matrycy 2707 HDSS.Jest to ograniczenie eksperymentów wsadowych.
W tej pracy biofilm Pseudomonas aeruginosa sprzyjał miejscowemu zubożeniu Cr i Fe pod biofilmem na powierzchni 2707 HDSS (ryc. 6).W Tabeli 6 zawartość Fe i Cr spadła w próbce D w porównaniu z próbką C, co wskazuje, że rozpuszczanie Fe i Cr spowodowane przez biofilm P. aeruginosa utrzymywało się po pierwszych 7 dniach.Środowisko 2216E służy do symulacji środowiska morskiego.Zawiera 17700 ppm Cl-, co jest porównywalne z jego zawartością w naturalnej wodzie morskiej.Główną przyczyną spadku zawartości Cr w 7- i 14-dniowych próbkach niebiologicznych analizowanych metodą XPS była obecność 17700 ppm Cl-.W porównaniu do próbki testowej Pseudomonas aeruginosa, rozpuszczanie Cr w abiotycznej próbce testowej jest znacznie mniejsze ze względu na dużą odporność 2707 HDSS na chlor w środowisku abiotycznym.Na ryc.Fig. 9 przedstawia obecność Cr6+ w warstwie pasywacyjnej.Może to być związane z usuwaniem Cr z powierzchni stalowych przez biofilmy P. aeruginosa, jak sugerują Chen i Clayton39.
Ze względu na rozwój bakterii wartości pH podłoża przed i po inkubacji wynosiły odpowiednio 7,4 i 8,2.Zatem jest mało prawdopodobne, aby korozja kwasów organicznych przyczyniła się do tej pracy pod biofilmami P. aeruginosa ze względu na stosunkowo wysokie pH w podłożu masowym.pH niebiologicznego podłoża kontrolnego nie zmieniło się znacząco (od początkowego 7,4 do końcowego 7,5) podczas 14-dniowego okresu testu.Wzrost pH pożywki inokulum po inkubacji wiązał się z aktywnością metaboliczną Pseudomonas aeruginosa i taki sam wpływ na pH stwierdzono w przypadku braku paska testowego.
Jak pokazano na ryc.7, maksymalna głębokość jamki spowodowanej przez biofilm Pseudomonas aeruginosa wyniosła 0,69 µm, czyli znacznie więcej niż w pożywce abiotycznej (0,02 µm).Zgadza się to z powyższymi danymi elektrochemicznymi.W tych samych warunkach głębokość wgłębienia wynosząca 0,69 µm jest ponad dziesięciokrotnie mniejsza niż wartość 9,5 µm określona dla 2205 DSS40.Dane te pokazują, że 2707 HDSS wykazuje lepszą odporność na wartości MIC niż 2205 DSS.Nie jest to zaskakujące, ponieważ 2707 HDSS ma wyższy poziom Cr, co pozwala na dłuższą pasywację, sprawia, że Pseudomonas aeruginosa jest trudniejszy do depasywacji i rozpoczyna proces bez szkodliwych wtórnych wytrąceń wżerów41.
Podsumowując, wżery MIC stwierdzono na powierzchniach 2707 HDSS w bulionie Pseudomonas aeruginosa, natomiast w pożywkach abiotycznych wżery były nieistotne.Praca ta pokazuje, że 2707 HDSS ma lepszą odporność na MIC niż 2205 DSS, ale nie jest całkowicie odporny na MIC ze względu na biofilm Pseudomonas aeruginosa.Wyniki te pomagają w wyborze odpowiednich stali nierdzewnych i oczekiwanej trwałości dla środowiska morskiego.
2707 próbek HDSS dostarczyła Szkoła Metalurgii Northeastern University (NEU) w Shenyang w Chinach.Skład pierwiastkowy 2707 HDSS przedstawiono w Tabeli 1, który został przeanalizowany przez Wydział Analizy i Testowania Materiałów Uniwersytetu Northeastern.Wszystkie próbki poddano działaniu roztworu stałego w temperaturze 1180°C przez 1 godzinę.Przed badaniem korozji stal monetarną 2707 HDSS o odsłoniętej powierzchni 1 cm2 wypolerowano do granulacji 2000 papierem ściernym z węglika krzemu, a następnie dalej polerowano zawiesiną proszku Al2O3 o grubości 0,05 µm.Boki i spód zabezpieczone są farbą obojętną.Po wysuszeniu próbki przemyto sterylną wodą dejonizowaną i sterylizowano 75% (v/v) etanolem przez 0,5 godziny.Następnie suszono je na powietrzu w świetle ultrafioletowym (UV) przez 0,5 godziny przed użyciem.
Morski szczep Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 zakupiono w Xiamen Marine Culture Collection (MCCC) w Chinach.Do hodowli Pseudomonas aeruginosa w 250 ml kolbach i elektrochemicznych kuwetach szklanych w warunkach tlenowych w temperaturze 37°C zastosowano płynną pożywkę Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, Chiny).Pożywka zawiera (g/l): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,008, 0,008 Na4F0H2OPO.1,0 ekstrakt drożdżowy i 0,1 cytrynian żelaza.Autoklawuj w temperaturze 121 °C przez 20 minut przed inokulacją.Komórki siedzące i planktonowe zliczano pod mikroskopem świetlnym, stosując hemocytometr w powiększeniu 400x.Początkowe stężenie planktonowych komórek P. aeruginosa bezpośrednio po zaszczepieniu wynosiło około 106 komórek/ml.
Badania elektrochemiczne przeprowadzono w klasycznej trójelektrodowej kuwecie szklanej o objętości medium 500 ml.Arkusz platynowy i nasycona elektroda kalomelowa (SCE) zostały podłączone do reaktora poprzez kapilarę Luggina wypełnioną mostkiem solnym i służyły odpowiednio jako elektroda przeciwna i elektroda odniesienia.Aby utworzyć elektrodę roboczą, do każdej próbki przymocowano drut miedziany pokryty gumą i pokryto żywicą epoksydową, pozostawiając po jednej stronie około 1 cm2 powierzchni dla elektrody roboczej.Podczas pomiarów elektrochemicznych próbki umieszczano w pożywce 2216E i trzymano w stałej temperaturze inkubacji (37°C) w łaźni wodnej.Dane dotyczące OCP, LPR, EIS i potencjalnej polaryzacji dynamicznej mierzono przy użyciu potencjostatu Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA).Testy LPR rejestrowano przy szybkości skanowania 0,125 mV s-1 w zakresie -5 i 5 mV oraz Eocp przy częstotliwości próbkowania 1 Hz.EIS przeprowadzono w stanie ustalonym Eocp przy przyłożonym napięciu 5 mV z sinusoidą w zakresie częstotliwości od 0,01 do 10 000 Hz.Przed przemiataniem potencjału elektrody znajdowały się w trybie obwodu otwartego, aż do osiągnięcia stabilnego potencjału wolnej korozji wynoszącego 42.Z.Każdy test powtarzano trzykrotnie zi bez Pseudomonas aeruginosa.
Próbki do analizy metalograficznej polerowano mechanicznie mokrym papierem SiC o ziarnistości 2000, a następnie polerowano zawiesiną proszku Al2O3 o grubości 0,05 µm w celu obserwacji optycznej.Analizę metalograficzną przeprowadzono przy użyciu mikroskopu optycznego.Próbkę wytrawiono 10% wag. roztworem wodorotlenku potasu43.
Po inkubacji przemyć 3 razy solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (pH 7,4 ± 0,2), a następnie utrwalić 2,5% (v/v) aldehydem glutarowym przez 10 godzin w celu utrwalenia biofilmu.Późniejsze odwadnianie etanolem w seriach stopniowych (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% i 100% objętościowo) przed suszeniem na powietrzu.Na koniec na powierzchnię próbki napylono złotą warstwę, aby zapewnić przewodność do obserwacji SEM44.Obrazy SEM skupiają się na lokalizacji, w której na powierzchni każdej próbki znajdują się najbardziej rozwinięte komórki P. aeruginosa.Analizę pola elektromagnetycznego przeprowadzono w celu wykrycia pierwiastków chemicznych.Do pomiaru głębokości jamy zastosowano konfokalny laserowy mikroskop skaningowy Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Niemcy).Aby zaobserwować wżery korozyjne pod biofilmem, próbkę testową najpierw oczyszczono zgodnie z chińską normą krajową (CNS) GB/T4334.4-2000 w celu usunięcia produktów korozji i biofilmu z powierzchni próbki testowej.
Rentgenowska spektroskopia fotoelektronów (XPS, ESCALAB250 Surface Analysis System, Thermo VG, USA) analiza z wykorzystaniem monochromatycznego źródła promieniowania rentgenowskiego (linia Al Kα o energii 1500 eV i mocy 150 W) w szerokim zakresie energii wiązania 0 poniżej warunków standardowych wynoszących –1350 eV.Rejestruj widma o wysokiej rozdzielczości przy użyciu energii przejścia 50 eV i kroku 0,2 eV.
Usunąć inkubowaną próbkę i delikatnie przemyć ją PBS (pH 7,4 ± 0,2) przez 15 s45.Aby obserwować żywotność bakterii w biofilmie na próbce, biofilm wybarwiono przy użyciu zestawu LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Eugene, OR, USA).Zestaw zawiera dwa barwniki fluorescencyjne: zielony barwnik fluorescencyjny SYTO-9 i czerwony barwnik fluorescencyjny jodek propidyny (PI).W CLSM fluorescencyjne zielone i czerwone kropki reprezentują odpowiednio żywe i martwe komórki.W celu barwienia inkubować 1 ml mieszaniny zawierającej 3 µl SYTO-9 i 3 µl roztworu PI w temperaturze pokojowej (23°C) w ciemności przez 20 minut.Następnie wybarwione próbki obserwowano przy dwóch długościach fali (488 nm dla żywych komórek i 559 nm dla martwych komórek) przy użyciu aparatu Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Japonia).Zmierz grubość biofilmu w trybie skanowania 3-D.
Jak cytować ten artykuł: Li, H. i in.Wpływ biofilmu morskiego Pseudomonas aeruginosa na korozję mikrobiologiczną stali nierdzewnej super duplex 2707.nauka.Dom 6, 20190;doi:10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. i Zucchi, F. Pękanie korozyjne naprężeniowe stali nierdzewnej duplex LDX 2101 w roztworach chlorków w obecności tiosiarczanu.korozja.nauka.80, 205–212 (2014).
Kim, ST, Jang, SH, Lee, IS i Park, YS Wpływ obróbki cieplnej przesycającej i azotu w gazie osłonowym na odporność na korozję wżerową spoin ze stali nierdzewnej super duplex.korozja.nauka.53, 1939–1947 (2011).
Shi, X., Avchi, R., Geyser, M. i Lewandowski, Z. Chemiczne badanie porównawcze wżerów mikrobiologicznych i elektrochemicznych w stali nierdzewnej 316L.korozja.nauka.45, 2577–2595 (2003).
Luo H., Dong KF, Li HG i Xiao K. Zachowanie elektrochemiczne stali nierdzewnej duplex 2205 w roztworach alkalicznych przy różnych wartościach pH w obecności chlorku.elektrochemia.Dziennik.64, 211–220 (2012).
Czas publikacji: 09 stycznia 2023 r