Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com.Używasz wersji przeglądarki z ograniczoną obsługą CSS.Aby uzyskać najlepszą jakość, zalecamy użycie zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w przeglądarce Internet Explorer).Dodatkowo, aby zapewnić bieżące wsparcie, pokazujemy witrynę bez stylów i JavaScript.
Wyświetla karuzelę z trzema slajdami jednocześnie.Użyj przycisków Poprzedni i Następny, aby przejść przez trzy slajdy jednocześnie, lub użyj przycisków suwaka na końcu, aby przejść przez trzy slajdy jednocześnie.
Ograniczenie hydrożeli włóknistych do wąskich naczyń włosowatych ma ogromne znaczenie w układach biologicznych i biomedycznych.Szeroko badano rozciąganie i jednoosiowe ściskanie włóknistych hydrożeli, ale ich reakcja na dwuosiowe zatrzymywanie w naczyniach włosowatych pozostaje niezbadana.Tutaj wykazujemy eksperymentalnie i teoretycznie, że żele nitkowate reagują jakościowo inaczej na ucisk niż żele z elastycznym łańcuchem ze względu na asymetrię właściwości mechanicznych włókien składowych, które są miękkie przy ściskaniu i sztywne przy rozciąganiu.Przy silnym zatrzymywaniu włóknisty żel wykazuje niewielkie wydłużenie i asymptotyczny spadek dwuosiowego współczynnika Poissona do zera, co powoduje silne zagęszczenie żelu i słabe przenikanie cieczy przez żel.Wyniki te wskazują na odporność rozciągniętych skrzeplin okluzyjnych na lizę przez środki terapeutyczne i stymulują rozwój skutecznej embolizacji wewnątrznaczyniowej z żeli włóknistych w celu zatrzymania krwawienia naczyniowego lub zahamowania dopływu krwi do guzów.
Sieci włókniste są podstawowymi strukturalnymi i funkcjonalnymi elementami budulcowymi tkanek i żywych komórek.Aktyna jest głównym składnikiem cytoszkieletu1;fibryna jest kluczowym elementem gojenia się ran i tworzenia skrzeplin2, a kolagen, elastyna i fibronektyna są składnikami macierzy zewnątrzkomórkowej w królestwie zwierząt3.Odzyskane sieci biopolimerów włóknistych stały się materiałami o szerokim zastosowaniu w inżynierii tkankowej4.
Sieci nitkowate stanowią odrębną klasę miękkiej materii biologicznej o właściwościach mechanicznych odmiennych od elastycznych sieci molekularnych5.Niektóre z tych właściwości ewoluowały w toku ewolucji, aby kontrolować reakcję materii biologicznej na deformację6.Na przykład sieci włókniste wykazują elastyczność liniową przy małych odkształceniach7,8, podczas gdy przy dużych odkształceniach wykazują zwiększoną sztywność9,10, utrzymując w ten sposób integralność tkanki.Nie odkryto jeszcze konsekwencji dla innych właściwości mechanicznych żeli włóknistych, takich jak ujemne naprężenie normalne w odpowiedzi na odkształcenie ścinające11,12.
Właściwości mechaniczne półelastycznych hydrożeli włóknistych badano przy jednoosiowym rozciąganiu13,14 i ściskaniu8,15, ale nie badano ich dwuosiowego ściskania wywołanego swobodą w wąskich kapilarach lub rurkach.Tutaj przedstawiamy wyniki eksperymentów i teoretycznie proponujemy mechanizm zachowania włóknistych hydrożeli pod dwuosiową retencją w kanałach mikroprzepływowych.
Mikrożele fibrynowe o różnych stosunkach stężeń fibrynogenu i trombiny oraz średnicy D0 w zakresie od 150 do 220 µm wytworzono przy użyciu podejścia mikroprzepływowego (rysunek uzupełniający 1).Na ryc.1a przedstawia obrazy mikrożeli znakowanych fluorochromem uzyskane przy użyciu konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej (CFM).Mikrożele są kuliste, mają polidyspersyjność mniejszą niż 5% i mają jednolitą strukturę w skalach badanych przez CFM (informacje dodatkowe i filmy S1 i S2).Średnia wielkość porów mikrożeli (określona poprzez pomiar przepuszczalności Darcy’ego16) zmniejszyła się z 2280 do 60 nm, zawartość fibryny wzrosła z 5,25 do 37,9 mg/ml, a stężenie trombiny spadło odpowiednio z 2,56 do 0,27 jednostek/ml.(Dodatkowe informacje).Ryż.2), 3 i tabela uzupełniająca 1).Odpowiednia sztywność mikrożelu wzrasta z 0,85 do 3,6 kPa (rysunek uzupełniający 4).Jako przykłady żeli utworzonych z elastycznych łańcuchów stosuje się mikrożele agarozowe o różnej sztywności.
Obraz z mikroskopu fluorescencyjnego izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC) znakowanego PM zawieszonego w TBS.Skala słupkowa wynosi 500 µm.b Obrazy SEM SM (na górze) i RM (na dole).Pasek skali 500 nm.c Schematyczny diagram kanału mikroprzepływowego składającego się z dużego kanału (średnica dl) i zwężonego obszaru w kształcie stożka o kącie wejścia α wynoszącym 15° i średnicy dc = 65 µm.d Od lewej do prawej: Obrazy z mikroskopu optycznego RM (średnica D0) w dużych kanałach, strefie stożkowej i zwężeniu (ograniczająca długość żelu Dz).Skala słupkowa wynosi 100 µm.e, f Obrazy TEM nieodkształconego RM (e) i zamkniętego RM (f), utrwalone przez godzinę ze zwężeniem 1/λr = 2,7, a następnie zwolnione i utrwalone 5% masy.aldehyd glutarowy w TBS.Średnica nieodkształconego CO wynosi 176 µm.Pasek skali wynosi 100 nm.
Skupiliśmy się na mikrożelach fibrynowych o twardości 0,85, 1,87 i 3,6 kPa (zwanych dalej odpowiednio mikrożelami miękkimi (SM), mikrożelami średnio twardymi (MM) i mikrożelami twardymi (RM).Ten zakres sztywności żelu fibrynowego jest tego samego rzędu wielkości, co w przypadku skrzepów krwi18,19, dlatego też żele fibrynowe badane w naszej pracy są bezpośrednio powiązane z rzeczywistymi układami biologicznymi.Na ryc.1b przedstawia górne i dolne obrazy struktur SM i RM uzyskane odpowiednio za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM).W porównaniu ze strukturami RM sieci SM składają się z grubszych włókien i mniejszej liczby punktów odgałęzień, zgodnie z wcześniejszymi raportami 20, 21 (rysunek uzupełniający 5).Różnica w strukturze hydrożelu koreluje z trendem jego właściwości: przepuszczalność żelu zmniejsza się wraz ze zmniejszaniem się wielkości porów od SM do MM i RM (tabela uzupełniająca 1), a sztywność żelu odwraca się.Nie zaobserwowano żadnych zmian w strukturze mikrożelu po przechowywaniu w temperaturze 4 ° C przez 30 dni (rysunek uzupełniający 6).
Na ryc.1c przedstawia schemat kanału mikroprzepływowego o przekroju kołowym zawierający (od lewej do prawej): duży kanał o średnicy dl, w którym mikrożel pozostaje nieodkształcony, przekrój w kształcie stożka ze zwężeniem średnicy dc < D0, stożek sekcje kształtowe i duże kanały o średnicy dl (rysunek uzupełniający 7).W typowym eksperymencie mikrożele wstrzyknięto do kanałów mikroprzepływowych przy dodatnim spadku ciśnienia ΔP wynoszącym 0,2–16 kPa (rysunek uzupełniający 8).Ten zakres ciśnienia odpowiada biologicznie istotnemu ciśnieniu krwi (120 mm Hg = 16 kPa)22.Na ryc.1d (od lewej do prawej) przedstawia reprezentatywne obrazy RM w dużych kanałach, obszarach stożkowych i zwężeniach.Rejestrowano i analizowano ruch i kształt mikrożelu za pomocą programu MATLAB.Należy zauważyć, że w zwężających się obszarach i zwężeniach mikrożele stykają się konforemnie ze ściankami mikrokanałów (rysunek uzupełniający 8).Stopień promieniowej retencji mikrożelu przy zwężeniu D0/dc = 1/λr mieści się w zakresie 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, gdzie 1/λr jest stopniem sprężania.Mikrożel ulega skurczowi, gdy ΔP > ΔPtr, gdzie ΔPtr jest różnicą ciśnień translokacji.Długość i wielkość porów dwuosiowo usztywnionych mikrożeli zależy od ich stanu równowagi, ponieważ bardzo ważne jest uwzględnienie lepkosprężystości żeli w układach biologicznych.Czas równoważenia mikrożeli agarozowych i fibrynowych wynosił odpowiednio 10 minut i 30 minut.Po tych odstępach czasu ograniczone mikrożele osiągnęły stabilną pozycję i kształt, co zarejestrowano za pomocą szybkiej kamery i przeanalizowano za pomocą MATLAB-a.
Na ryc.1e, 1f przedstawiają obrazy z transmisyjnego mikroskopu elektronowego (TEM) nieodkształconych i dwuosiowo ograniczonych struktur RM.Po kompresji RM wielkość porów mikrożelu znacznie się zmniejszyła, a ich kształt stał się anizotropowy przy mniejszych rozmiarach w kierunku kompresji, co jest zgodne z wcześniejszym doniesieniem 23 .
Dwuosiowe ściskanie podczas skurczu powoduje wydłużanie się mikrożelu w nieograniczonym kierunku ze współczynnikiem λz = \({D}_{{{{{{\rm{z}}}}}}/\({D }_ { 0}\) , gdzie \({D}_{{{{({\rm{z}}}}}}}}\) to długość zamkniętego mikrożelu. Rysunek 2a przedstawia zmianę λzvs .1/ λr dla mikrożeli fibrynowych i agarozowych.Co zaskakujące, przy silnej kompresji 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, mikrożele fibrynowe wykazują pomijalne wydłużenie 1,12 +/- 0,03 λz, na które tylko nieznacznie wpływa wartość 1/λr. ograniczone mikrożele agarozowe, które obserwuje się nawet przy słabszym ściskaniu 1/λr = 2,6 do większego wydłużenia λz = 1,3.
a Doświadczenia na mikrożelu agarozowym z różnymi modułami sprężystości (2,6 kPa, zielony otwarty romb; 8,3 kPa, brązowy otwarty okrąg; 12,5 kPa, pomarańczowy otwarty kwadrat; 20,2 kPa, magenta otwarty odwrócony trójkąt) i SM (ciągle czerwone) Zmiana zmierzonego wydłużenia λz ( kółka), MM (ciągłe czarne kwadraty) i RM (ciągłe niebieskie trójkąty).Linie ciągłe pokazują teoretycznie przewidywaną wartość λz dla mikrożeli agarozowych (linia zielona) i fibrynowych (linie i symbole tego samego koloru).b, c Górny panel: schematyczny diagram łańcuchów sieciowych agarozy (b) i fibryny (c) przed (po lewej) i po (po prawej) kompresji dwuosiowej.U dołu: Kształt odpowiedniej sieci przed i po odkształceniu.Kierunki kompresji x i y są oznaczone odpowiednio purpurowymi i brązowymi strzałkami.Na powyższym rysunku łańcuchy sieci zorientowane w kierunkach x i y pokazane są odpowiednimi liniami w kolorze magenty i brązu, a łańcuchy zorientowane w dowolnym kierunku z są reprezentowane przez linie zielone.W żelu fibrynowym (c) fioletowe i brązowe linie w kierunkach x i y wyginają się bardziej niż w stanie nieodkształconym, a zielone linie w kierunku z wyginają się i rozciągają.Napięcie pomiędzy kierunkami ściskania i rozciągania przenoszone jest przez gwinty o kierunkach pośrednich.W żelach agarozowych łańcuchy we wszystkich kierunkach determinują ciśnienie osmotyczne, co w znaczący sposób przyczynia się do deformacji żelu.d Przewidywana zmiana dwuosiowego współczynnika Poissona, } }^{{{{{\rm{eff}}}}}} =-{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{ z}/{{{{{{\rm{ln}}}}}}}{\lambda }_{r}\ ), do równoosiowej kompresji żeli agarozowych (zielona linia) i fibrynowych (czerwona linia).Wstawka przedstawia dwuosiowe odkształcenie żelu.e Zmiana ciśnienia translokacji ΔPtr, znormalizowana do sztywności żelu S, jest wykreślana jako funkcja stopnia kompresji dla mikrożeli agarozowych i fibrynowych.Kolory symboli odpowiadają kolorom w (a).Zielone i czerwone linie przedstawiają teoretyczną zależność pomiędzy ΔPtr/S i 1/λr, odpowiednio dla żeli agarozowych i fibrynowych.Przerywana część czerwonej linii pokazuje wzrost ΔPtr pod wpływem silnej kompresji w wyniku interakcji między włóknami.
Różnica ta związana jest z odmiennymi mechanizmami deformacji sieci mikrożeli fibrynowych i agarozowych, które składają się odpowiednio z nici elastycznych24 i sztywnych25.Dwuosiowe ściskanie elastycznych żeli prowadzi do zmniejszenia ich objętości i związanego z tym wzrostu stężenia i ciśnienia osmotycznego, co prowadzi do wydłużenia żelu w nieograniczonym kierunku.Ostateczne wydłużenie żelu zależy od równowagi wzrostu entropicznej energii swobodnej rozciągniętych łańcuchów i spadku energii swobodnej osmozy na skutek mniejszego stężenia polimeru w rozciągniętym żelu.Pod silnym dwuosiowym ściskaniem wydłużenie żelu wzrasta o λz ≈ 0,6 \({{\lambda}_{{{\rm{r}}}}^{-2/3}}\) (patrz ryc. 2a w dyskusja, sekcja 5.3.3).Zmiany konformacyjne w elastycznych łańcuchach i kształt odpowiednich sieci przed i po retencji dwuosiowej pokazano na ryc.2b.
W przeciwieństwie do tego żele włókniste, takie jak fibryna, z natury reagują odmiennie na retencję dwuosiową.Włókna zorientowane przeważnie równolegle do kierunku ściskania wyginają się (w ten sposób zmniejszając odległość pomiędzy wiązaniami poprzecznymi), natomiast włókna przeważnie prostopadle do kierunku ściskania prostują się i rozciągają pod działaniem siły sprężystej, powodując wydłużanie żelu ( Ryc. 1).2c) Struktury nieodkształconych SM, MM i RM scharakteryzowano poprzez analizę ich obrazów SEM i CFM (omówienie uzupełniające, sekcja IV i dodatkowy rysunek 9).Wyznaczając moduł sprężystości (E), średnicę (d), długość profilu (R0), odległość między końcami (L0 ≈ R0) i kąt środkowy (ψ0) pasm w nieodkształconych mikrożelach fibrynowych (tabela uzupełniająca 2) – 4), znajdujemy moduł zginania gwintu \({k}_{{{{{\rm{b)))))))))}=\frac{9\pi E{d}^{4} } {4 {\psi } _{0}^{2}{L}_{0}}\) jest znacznie mniejszy niż jego moduł sprężystości przy rozciąganiu\({k}_{{{{{{\rm{s}}} } }} }}=E\frac{\pi {d}^{2}{R}_{0}}{4}\), więc kb/ks ≈ 0,1 (tabela uzupełniająca 4).Zatem w warunkach dwuosiowego zatrzymywania żelu nici fibryny łatwo się wyginają, lecz są odporne na rozciąganie.Wydłużenie sieci nitkowatej poddanej dwuosiowemu ściskaniu pokazano na dodatkowej ryc. 17.
Opracowujemy teoretyczny model afiniczny (omówienie uzupełniające, sekcja V i dodatkowe rysunki 10–16), w którym wydłużenie włóknistego żelu wyznacza się na podstawie lokalnej równowagi sił sprężystych działających w żelu i przewiduje się, że przy silnym dwuosiowym odkształceniu λz - 1 pod ograniczeniem
Równanie (1) pokazuje, że nawet przy silnym ściskaniu (\({\lambda }_{{{\mbox{r))))\,\to \,0\)) następuje niewielka ekspansja żelu, a następnie odkształcenie wydłużeniowe nasycenie λz–1 = 0,15 ± 0,05.To zachowanie jest powiązane z (i) \({\left({k}_{{{{({\rm{b}}}}}}}}/{k}_{{{{{\rm { s }}}}}}}\right)}^{1/2}\) ≈ 0,15−0,4 oraz (ii) wyraz w nawiasach kwadratowych asymptotycznie przybliża \(1{{\mbox{/}}} \sqrt { 3 }\) dla silnych wiązań dwuosiowych. Należy zauważyć, że prefaktor \({\left({k}_{({\mbox{b))))/{k}_{({\mbox{ s))))\right)}^{1/ 2 }\) nie ma nic wspólnego ze sztywnością gwintu E, a zależy jedynie od współczynnika kształtu gwintu d/L0 i kąta środkowego łuku ψ0, który jest podobny do SM, MM i RM (tabela uzupełniająca 4).
Aby jeszcze bardziej podkreślić różnicę w odkształceniu wywołanym wolnością pomiędzy żelami elastycznymi i nitkowatymi, wprowadzamy dwuosiowy współczynnik Poissona \({\nu }_{{{({\rm{b)})))) }{{\ mbox { =}}}\,\mathop{{\lim}}\limits_{{\lambda}_{{{{({\rm{r}}}}}}}\to 1}\ frac{{\ lambda } _{ {{{\rm{z}}}}}}-1}{1-{\lambda }_{{({\rm{r}}}}}}}}, \) opisuje nieograniczony orientacja odkształcenia żelu w odpowiedzi na równe odkształcenie w dwóch kierunkach promieniowych i rozciąga się na duże, jednolite odkształcenia \ rm{b }}}}}}}^{{{{\rm{eff}}}}}}} }}=-{{{{\rm{ln}}}}}}} }{ \lambda } _{z} /{{{({\rm{ln)})))))))))}{\lambda }_{{{({\rm{r)))))))))}\) .Na ryc.2d pokazuje \({{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{({\rm{b}}}}}}}}^{{{{\rm { eff }}}}}}}\) dla jednolitej dwuosiowej kompresji żeli elastycznych (takich jak agaroza) i sztywnych (takich jak fibryna) (Omówienie uzupełniające, sekcja 5.3.4) i podkreśla związek pomiędzy silnymi różnicami w reakcjach na zamknięcie. Dla żeli agarozowych pod silnymi ograniczeniami {\rm{eff}}}}}}}}\) wzrasta do wartości asymptotycznej 2/3, a dla żeli fibrynowych maleje do zera, ponieważ lnλz/lnλr → 0, ponieważ λz rośnie wraz nasycenie wraz ze wzrostem λr.Należy zauważyć, że w eksperymentach zamknięte kuliste mikrożele odkształcają się niejednorodnie, a ich środkowa część ulega silniejszej kompresji;jednakże ekstrapolacja do dużej wartości 1/λr umożliwia porównanie eksperymentu z teorią dla równomiernie odkształconych żeli.
Stwierdzono kolejną różnicę w zachowaniu żeli o elastycznych łańcuchach i żelów nitkowatych ze względu na ich ruch podczas skurczu.Ciśnienie translokacji ΔPtr, znormalizowane do sztywności żelu S, rosło wraz ze wzrostem kompresji (ryc. 2e), ale przy 2,0 ≤ 1/λr ≤ 3,5 mikrożele fibrynowe wykazywały znacznie niższe wartości ΔPtr/S w dół podczas skurczu.Zatrzymywanie mikrożelu agarozowego prowadzi do wzrostu ciśnienia osmotycznego, co prowadzi do rozciągania żelu w kierunku wzdłużnym w miarę rozciągania cząsteczek polimeru (ryc. 2b, po lewej) i wzrostu ciśnienia translokacji o ΔPtr/S ~( 1/λr)14/317.Natomiast o kształcie zamkniętych mikrożeli fibrynowych determinuje bilans energetyczny nici promieniowego ściskania i rozciągania wzdłużnego, co prowadzi do maksymalnego odkształcenia wzdłużnego λz ~\(\sqrt{{k}_{{{ {{ { \rm{ b)))))))} /{k}_{{{{{{\rm{s}}}}}}}}}\).Dla 1/λr ≫ 1 zmianę ciśnienia translokacji skaluje się jako 1 }{{{({\rm{ln)}))))\left({{\lambda }}_{{{{{\rm {r} }}}}}}}^{{-} 1} \right)\) (Omówienie uzupełniające, sekcja 5.4), jak pokazano ciągłą czerwoną linią na ryc. 2e.Zatem ΔPtr jest mniej ograniczone niż w żelach agarozowych.Dla ściśnięć o 1/λr > 3,5 znaczny wzrost udziału objętościowego włókien oraz oddziaływanie sąsiednich włókien ogranicza dalszą deformację żelu i prowadzi do odchyleń wyników eksperymentalnych od przewidywań (czerwona przerywana linia na rys. 2e).Dochodzimy do wniosku, że dla tego samego 1/λr i Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}}}}}}}_{{{\rm{fibryna}}} )) } }}}\) < ΔP < Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}))))}}}_{{{\rm{agaroza}} }} } } } }}\) żel agarozowy zostanie wychwycony przez mikrokanał i przejdzie przez niego żel fibrynowy o tej samej sztywności.Dla ΔP < Δ\({P}_{{{{{\rm{tr)))))))))_{{{{\rm{fibryna)))))))))}\ ), Dwa Obydwa żele będą blokować kanał, ale żel fibrynowy będzie wpychać się głębiej i skuteczniej kompresować, skuteczniej blokując przepływ płynu.Wyniki pokazane na ryc. 2 pokazują, że włóknisty żel może służyć jako skuteczna zatyczka ograniczająca krwawienie lub hamująca dopływ krwi do guzów.
Z drugiej strony fibryna tworzy rusztowanie skrzepu, co prowadzi do choroby zakrzepowo-zatorowej – stanu patologicznego, w którym skrzeplina zamyka naczynie przy ΔP < ΔPtr, np. w niektórych typach udaru niedokrwiennego mózgu (ryc. 3a).Słabsze wydłużenie mikrożeli fibrynowych wywołane restrykcją spowodowało silniejszy wzrost stężenia fibryny fibrynogenu C/C w porównaniu z żelami o elastycznym łańcuchu, gdzie fibrynogen C i C są odpowiednio mikrożelami ograniczonymi i nieodkształconymi.Stężenie polimeru w żelu.Ryc. 3b pokazuje, że fibrynogen C/C w SM, MM i RM wzrósł ponad siedmiokrotnie przy 1/λr ≈ 4,0, napędzany ograniczeniem i odwodnieniem (rysunek uzupełniający 16).
Schematyczna ilustracja niedrożności tętnicy środkowej mózgu w mózgu.b Względny wzrost stężenia fibryny związany z ograniczeniem w SM z obturacją (czerwone kółka), MM (czerwone kwadraty) i RM (pełne niebieskie trójkąty).c Projekt eksperymentalny zastosowany do badania rozszczepiania ograniczonych żeli fibrynowych.Roztwór znakowanego fluorescencyjnie tPA w TBS wstrzyknięto przy natężeniu przepływu 5,6 × 107 µm3/s i dodatkowym spadku ciśnienia 0,7 Pa dla kanałów położonych prostopadle do długiej osi głównego mikrokanalika.d Połączony wielokanałowy obraz mikroskopowy przeszkadzającego MM (D0 = 200 µm) przy Xf = 28 µm, ΔP = 700 Pa i podczas rozszczepiania.Pionowe linie przerywane pokazują początkowe położenia tylnych i przednich krawędzi MM przy tlys = 0. Kolory zielony i różowy odpowiadają odpowiednio FITC-dekstranowi (70 kDa) i tPA znakowanemu AlexaFluor633.e Zmienna w czasie względna objętość zamkniętych RM z D0 odpowiednio 174 µm (niebieski otwarty trójkąt), 199 µm (niebieski otwarty trójkąt) i 218 µm (niebieski otwarty trójkąt) w stożkowym mikrokanale z Xf = 28 ± 1 µm.przekroje mają odpowiednio ΔP 1200, 1800 i 3000 Pa oraz Q = 1860 ± 70 µm3/s.Wstawka przedstawia RM (D0 = 218 µm) zatykający mikrokanał.f Zmiana w czasie względnej objętości SM, MM lub RM umieszczonych w Xf = 32 ± 12 µm, przy ΔP 400, 750 i 1800 Pa oraz ΔP 12300 Pa i Q 12300 w obszarze stożkowym mikrokanalika, odpowiednio 2400 i 1860 µm3 /S.Xf reprezentuje przednią pozycję mikrożelu i określa jego odległość od początku skurczu.V(tlys) i V0 to odpowiednio tymczasowa objętość zlizowanego mikrożelu i objętość niezakłóconego mikrożelu.Kolory znaków odpowiadają kolorom w b.Czarne strzałki na e, f odpowiadają ostatniemu momentowi czasu przed przejściem mikrożeli przez mikrokanał.Pasek skali w d, e wynosi 100 µm.
Aby zbadać wpływ ograniczenia przepływu płynu przez obturacyjne żele fibrynowe, badaliśmy lizę SM, MM i RM infiltrowanych tkankowym aktywatorem plazminogenu (tPA) środkiem trombolitycznym.Figura 3c przedstawia projekt eksperymentu zastosowany w eksperymentach lizy. Przy ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) i natężeniu przepływu Q = 2400 μm3/s soli fizjologicznej buforowanej Tris (TBS) zmieszanej z 0,1 mg/ml (izotiocyjanianu fluoresceiny) FITC-dekstranu, mikrożel zasłonił zwężający się mikrokanał region. Przy ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) i natężeniu przepływu Q = 2400 μm3/s soli fizjologicznej buforowanej Tris (TBS) zmieszanej z 0,1 mg/ml (izotiocyjanianu fluoresceiny) FITC-dekstranu, mikrożel zasłonił zwężający się mikrokanał region. При ΔP = 700 Па (<ΔPtr) и скорости потока, Q = 2400 мкм3/с, трис-буферного солевого раствора (TBS), смешанного с 0,1 мг/м л (флуоресцеинизотиоцианата) FITC-декстрана, микрогель перекрывал сужающийся микроканал. Przy ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) i natężeniu przepływu Q = 2400 µm3/s soli fizjologicznej buforowanej Tris (TBS) zmieszanej z 0,1 mg/ml (izotiocyjanianu fluoresceiny) FITC-dekstranu, mikrożel zasłonił zbiegający się mikrokanał.region.在ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s 的Tris 缓冲盐水(TBS) 与0.1 mg/mL 的（异硫氰酸荧光素）FITC-葡聚糖混合时,微凝胶堵塞了锥形微通道地区。在ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s了锥形微通道地区。 Микрогели закупориваются при смешивании трис-буферного солевого раствора (TBS) с 0,1 мг/ml (флуоресцеинизотиоц ианат) FITC-декстрана при ΔP = 700 Па (<ΔPtr) и скорости потока Q = 2400 мкм3/с Конические области микроканалов. Mikrożele zatkane, gdy sól fizjologiczna buforowana Tris (TBS) została zmieszana z 0,1 mg/ml (izotiocyjanianu fluoresceiny) FITC-dekstranem przy ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) i natężeniu przepływu Q = 2400 µm3/s Stożkowe obszary mikrokanalików.Położenie przednie Xf mikrożelu określa jego odległość od początkowego punktu skurczu X0.Aby wywołać lizę, wstrzyknięto roztwór znakowanego fluorescencyjnie tPA w TBS z kanału położonego prostopadle do długiej osi głównego mikrokanału.
Kiedy roztwór tPA osiągnął okluzyjny MM, tylna krawędź mikrożelu stała się zamazana, co wskazuje, że rozszczepianie fibryny rozpoczęło się w czasie tlys = 0 (ryc. 3d i ryc. Uzupełniająca 18).Podczas fibrynolizy znakowany barwnikiem tPA gromadzi się wewnątrz MM i wiąże się z pasmami fibryny, co prowadzi do stopniowego wzrostu intensywności różowego zabarwienia mikrożeli.Przy tlys = 60 min MM kurczy się w wyniku rozpuszczenia swojej tylnej części, a położenie jego krawędzi natarcia Xf niewiele się zmienia.Po 160 minutach silnie skurczony MM nadal się kurczył, a przy tlys = 161 min uległ skurczowi, przywracając w ten sposób przepływ płynu przez mikrokanał (ryc. 3d i ryc. Uzupełniający 18, prawa kolumna).
Na ryc.3e przedstawia zależne od lizy zmniejszenie objętości V(tlys) znormalizowane do początkowej objętości V0 mikrożeli fibrynowych o różnej wielkości.CO o D0 174, 199 lub 218 µm umieszczono w mikrokanale o odpowiednio ΔP 1200, 1800 lub 3000 Pa i Q = 1860 ± 70 µm3/s, aby zablokować mikrokanał (ryc. 3e, wstawka).odżywianie.Mikrożele stopniowo kurczą się, aż będą wystarczająco małe, aby przejść przez kanały.Zmniejszenie objętości krytycznej CO przy większej średnicy początkowej wymaga dłuższego czasu lizy.Ze względu na podobny przepływ przez RM o różnej wielkości, rozszczepienie zachodzi z tą samą szybkością, co skutkuje trawieniem mniejszych frakcji większych RM i ich opóźnioną translokacją.Na ryc.3f przedstawia względną redukcję V(tlys)/V0 w wyniku podziału dla SM, MM i RM przy D0 = 197 ± 3 µm, wykreśloną jako funkcja tlys.W przypadku SM, MM i RM każdy mikrożel należy umieścić w mikrokanale o odpowiednio ΔP 400, 750 lub 1800 Pa i Q 12300, 2400 lub 1860 µm3/s.Chociaż ciśnienie wywierane na SM było 4,5 razy mniejsze niż w przypadku RM, przepływ przez SM był ponad sześciokrotnie większy ze względu na większą przepuszczalność SM, a skurcz mikrożelu zmniejszył się od SM do MM i RM .Na przykład przy tlys = 78 min SM w większości uległo rozpuszczeniu i przemieszczeniu, podczas gdy MM i PM w dalszym ciągu zatykały mikrokanały, pomimo zachowania odpowiednio jedynie 16% i 20% ich pierwotnej objętości.Wyniki te sugerują znaczenie lizy konwekcyjnej zwężonych żeli włóknistych i korelują z doniesieniami o szybszym trawieniu skrzepów o niższej zawartości fibryny.
Zatem nasza praca pokazuje eksperymentalnie i teoretycznie mechanizm, dzięki któremu żele nitkowate reagują na dwuosiowe uwięzienie.Zachowanie się żeli włóknistych w ograniczonej przestrzeni jest zdeterminowane silną asymetrią energii odkształcenia włókien (miękkiej przy ściskaniu i twardej przy rozciąganiu), a jedynie współczynnikiem kształtu i krzywizną włókien.Reakcja ta powoduje minimalne wydłużenie włóknistych żeli zawartych w wąskich kapilarach, przy czym ich dwuosiowy współczynnik Poissona maleje wraz ze wzrostem kompresji i mniejszym naciskiem bitowym.
Ponieważ w wielu technologiach wykorzystuje się dwuosiowe utrzymywanie miękkich, odkształcalnych cząstek, nasze wyniki stymulują rozwój nowych materiałów włóknistych.W szczególności dwuosiowe zatrzymywanie żeli nitkowatych w wąskich kapilarach lub rurkach prowadzi do ich silnego zagęszczenia i gwałtownego spadku przepuszczalności.Silne hamowanie przepływu płynu przez okluzyjne żele włókniste ma zalety, gdy jest stosowane jako zatyczki, aby zapobiec krwawieniu lub zmniejszyć dopływ krwi do nowotworów33,34,35.Z drugiej strony zmniejszenie przepływu płynu przez okluzyjny żel fibrynowy, hamując w ten sposób konwekcyjną lizę skrzepliny, wskazuje na powolną lizę skrzepów okluzyjnych [27, 36, 37].Nasz system modelowania jest pierwszym krokiem w kierunku zrozumienia implikacji reakcji mechanicznej włóknistych hydrożeli biopolimerowych na dwuosiową retencję.Włączenie komórek krwi lub płytek krwi do obturacyjnych żeli fibrynowych wpłynie na ich zachowanie restrykcyjne 38 i będzie kolejnym krokiem w odkrywaniu zachowania bardziej złożonych, biologicznie istotnych układów.
Odczynniki stosowane do przygotowania mikrożeli fibrynowych i wytwarzania urządzeń MF opisano w informacjach uzupełniających (metody uzupełniające, sekcje 2 i 4).Mikrożele fibrynowe przygotowano poprzez emulgowanie mieszanego roztworu fibrynogenu, buforu Tris i trombiny w urządzeniu MF skupiającym przepływ, a następnie żelowanie kropelek.Roztwór fibrynogenu bydlęcego (60 mg/ml w TBS), bufor Tris i roztwór trombiny bydlęcej (5 U/ml w 10 mM roztworze CaCl2) podawano przy użyciu dwóch niezależnie sterowanych pomp strzykawkowych (PhD 200 Harvard Apparatus PHD 2000 Syring Pump).do blokowania MF, USA).Fazę ciągłą oleju F zawierającą 1% wag. kopolimeru blokowego PFPE-P(EO-PO)-PFPE wprowadzono do jednostki MF za pomocą trzeciej pompy strzykawkowej.Krople utworzone w urządzeniu MF zbiera się w 15 ml probówce wirówkowej zawierającej olej F.Umieścić probówki w łaźni wodnej o temperaturze 37°C na 1 godzinę, aby zakończyć żelowanie fibryny.Mikrożele fibrynowe znakowane FITC przygotowano przez zmieszanie fibrynogenu bydlęcego i fibrynogenu ludzkiego znakowanego FITC odpowiednio w stosunku wagowym 33:1.Procedura jest taka sama jak przy wytwarzaniu mikrożeli fibrynowych.
Przenieść mikrożele z oleju F do TBS poprzez odwirowanie dyspersji przy 185 g przez 2 min.Wytrącone mikrożele zdyspergowano w oleju F zmieszanym z 20% wag. alkoholu perfluorooktylowego, a następnie zdyspergowano w heksanie zawierającym 0,5% wag. Span 80, heksan, 0,1% wag. Triton X w wodzie i TBS.Na koniec mikrożele zdyspergowano w TBS zawierającym 0,01% wag. Tween 20 i przechowywano w temperaturze 4°C przez około 1–2 tygodnie przed eksperymentami.
Wytwarzanie urządzenia MF opisano w informacjach uzupełniających (sekcja 5 metod dodatkowych).W typowym eksperymencie dodatnią wartość ΔP wyznacza się na podstawie względnej wysokości zbiorników podłączonych przed i za urządzeniem MF do wprowadzania mikrożeli o średnicy 150 < D0 < 270 µm do mikrokanalików.Niezakłóconą wielkość mikrożeli określono poprzez wizualizację ich w makrokanale.Mikrożel zatrzymuje się w stożkowym obszarze przy wejściu do zwężenia.Gdy końcówka przedniego mikrożelu pozostanie niezmieniona przez 2 minuty, użyj programu MATLAB, aby określić położenie mikrożelu wzdłuż osi x.Wraz ze stopniowym wzrostem ΔP mikrożel przemieszcza się wzdłuż obszaru w kształcie klina, aż dotrze do zwężenia.Po całkowitym włożeniu i ściśnięciu mikrożelu wartość ΔP gwałtownie spada do zera, równoważąc poziom wody pomiędzy zbiornikami, a zamknięty mikrożel pozostaje nieruchomy pod wpływem ściskania.Długość mikrożelu obturacyjnego mierzono 30 minut po ustaniu zwężenia.
Podczas eksperymentów z fibrynolizą roztwory dekstranu znakowanego t-PA i FITC penetrują zablokowane mikrożele.Przepływ każdej cieczy monitorowano za pomocą jednokanałowego obrazowania fluorescencyjnego.TAP znakowany AlexaFluor 633 przymocowany do włókien fibrynowych i zgromadzony wewnątrz skompresowanych mikrożeli fibrynowych (kanał TRITC na dodatkowej ryc. 18).Roztwór dekstranu znakowany FITC porusza się bez gromadzenia się w mikrożelu.
Dane potwierdzające wyniki tego badania są dostępne na żądanie u odpowiednich autorów.Surowe obrazy SEM żeli fibrynowych, surowe obrazy TEM żeli fibrynowych przed i po zaszczepieniu oraz główne dane wejściowe dla Ryc. 1 i 2. 2 i 3 znajdują się w pliku danych surowych.W tym artykule przedstawiono oryginalne dane.
Litvinov RI, Peters M., de Lange-Loots Z. i Weisel JV fibrynogen i fibryna.In Macromolecular Protein Complex III: Structure and Function (red. Harris, JR i Marles-Wright, J.) 471-501 https://doi.org/10.1007/978-3-030-58971-4_15 ( Springer i Cham, 2021).
Bosman FT i Stamenkovich I. Struktura funkcjonalna i skład macierzy zewnątrzkomórkowej.J.Pasol.200, 423–428 (2003).
Książę E. i Kumacheva E. Projektowanie i zastosowanie sztucznych hydrożeli z włókien biomimetycznych.Narodowy Matt Red.4, 99–115 (2019).
Broedersz, CP i Mackintosh, FC Modelowanie półelastycznych sieci polimerowych.Mod Kapłana.fizyka.86, 995–1036 (2014).
Khatami-Marbini, H. i Piku, KR Mechaniczne modelowanie półelastycznych sieci biopolimerowych: deformacja nieafiniczna i obecność zależności dalekiego zasięgu.In Advances in Soft Matter Mechanics 119–145 (Springer, Berlin, Heidelberg, 2012).
Vader D, Kabla A, Weitz D i Mahadevan L. Wyrównanie żeli kolagenowych wywołane stresem.PLoS One 4, e5902 (2009).
Storm S., Pastore JJ, McKintosh FS, Lubensky TS i Gianmi PA Nieliniowa elastyczność biożeli.Natura 435, 191–194 (2005).
Likup, AJ Stres kontroluje mechanizmy sieci kolagenowej.proces.Narodowa Akademia Nauk.nauka.USA 112, 9573–9578 (2015).
Janmi, PA i in.Ujemne naprężenia normalne w półelastycznych żelach biopolimerowych.Narodowa Alma Mater.6, 48–51 (2007).
Kang, H. i in.Nieliniowa elastyczność sztywnych sieci włókien: utwardzanie przez odkształcenie, ujemne naprężenia normalne i ułożenie włókien w żelach fibrynowych.J. Fizyka.Chemiczny.V. 113, 3799–3805 (2009).
Gardel, ML i in.Elastyczne zachowanie usieciowanych i związanych sieci aktynowych.Nauka 304, 1301–1305 (2004).
Sharma, A. i in.Nieliniowa mechanika sieci światłowodowych z kontrolowanym odkształceniem i sterowaniem krytycznym.Fizyka narodowa.12, 584–587 (2016).
Wahabi, M. i in.Sprężystość sieci światłowodowych przy jednoosiowym sprężaniu.Miękka materia 12, 5050–5060 (2016).
Wufsus, AR, Macera, NE i Neeves, KB Przepuszczalność hydrauliczna skrzepu krwi w funkcji gęstości fibryny i płytek krwi.biofizyka.Dziennik 104, 1812–1823 (2013).
Li, Y. i in.Wszechstronne zachowanie hydrożeli jest ograniczone przez wąskie kapilary.nauka.Dom 5, 17017 (2015).
Liu, X., Li, N. i Wen, C. Wpływ patologicznej heterogeniczności na elastografię fali ścinającej w stopniu zaawansowania zakrzepicy żył głębokich.PLoS One 12, e0179103 (2017).
Mfoumou, E., Tripette, J., Blostein, M. i Cloutier, G. Kwantyfikacja in vivo zależnego od czasu stwardnienia skrzepów krwi przy użyciu obrazowania ultradźwiękowego fali poprzecznej w modelu zakrzepicy żylnej królika.skrzeplina.Zbiornik.133, 265–271 (2014).
Weisel, JW i Nagaswami, C. Symulacja komputerowa dynamiki polimeryzacji fibryny w odniesieniu do obserwacji mikroskopii elektronowej i zmętnienia: struktura i montaż skrzepu są kontrolowane kinetycznie.biofizyka.Dziennik 63, 111–128 (1992).
Ryan, EA, Mokros, LF, Weisel, JW i Lorand, L. Strukturalne pochodzenie reologii skrzepu fibrynowego.biofizyka.J. 77, 2813–2826 (1999).
Czas publikacji: 23 lutego 2023 r